Als Protein-Tag, Affinitäts-Tag oder Epitop-Tag (engl. tag für ‚Markierung‘, ‚Schildchen‘ oder ‚Etikett‘) werden in der Biochemie verschiedene, meist kurze Aminosäuresequenzen bezeichnet, mit deren Hilfe Proteine markiert werden können. Die markierten Proteine gehören zu den Fusionsproteinen.

Für verschiedene Zwecke sind die verschiedenen Markierungen unterschiedlich gut geeignet. Sie werden im Zuge des Proteindesigns bei der Erzeugung rekombinanter Proteine mit einem Expressionsvektor, bzw. deren Reinigung und Nachweis über die Affinitätschromatografie, über Pulldown-Assays, per Western Blot, per Immunhistochemie, per Fluoreszenzmikroskopie oder im Live-Imaging (siehe Moderne Untersuchungsmethoden in der Zellbiologie) eingesetzt.

Zur Erzeugung eines Protein-Tags wird die codierende DNA-Sequenz des Protein-Tags unter Erhalt des Leserasters in die codierende DNA-Sequenz des Fusionsproteins hinter das Start-Codon oder vor das Stop-Codon eingefügt. Dadurch entsteht ein N-terminales bzw. ein C-terminales Protein-Tag am Protein während der Translation.

Gelegentlich muss das Protein-Tag vom Protein nach der Reinigung entfernt werden, was z. B. durch eine Protease-Schnittstelle, 2A-Peptide oder ein induzierbares Intein erreicht werden kann. Der Proteolyse-basierte Ansatz verwendet Proteasen mit längerer Erkennungssequenz, die möglichst nur an der Schnittstelle des Protein-Tags schneiden, z. B. die TEV-Protease,^[1] Thrombin, Faktor Xa oder Enteropeptidase. Inteine können durch Thiole oder durch Absenken des pH-Werts ausgelöst werden.^[2][3][4]

Alle Protein-Tags erlauben eine der folgenden Methoden:

• Immunaffinitätschromatografische Aufreinigung (mit den entsprechenden Antikörpern)
• Antikörperbasierte Nachweise (z. B. per Western Blot, Immunhistochemie oder Immunfluoreszenz)

Einige Tags besitzen neben der Bindung eines Antikörpers oder Immunkonjugats noch andere Funktionen wie:

• Affinitätschromatografie aufgrund der Affinität zu einem anderen Bindungspartner (z. B. CaM-Tag, CBP-Tag, GST-Tag, MBP-Tag)
• Biotinylierungsstellen zur Aufreinigung mit Streptavidin (z. B. Avi-Tag, BCCP-Tag, Strep-Tag)
• Komplexbildung mit zweiwertigen Nickelionen und Nitrilotriessigsäure-modifizierter und quervernetzter Agarose oder Dextran (z. B. His-Tag)
• Fluoreszenzmarkierung (z. B. GFP- oder Flash-Tag)
• Leichtere Trennung in der HPLC aufgrund der erhöhten Polarität (z. B. His-Tag, FLAG-Tag, Xpress-tag)
• Cysteine als reaktive Gruppen (z. B. GST-Tag, Thioredoxin-Tag) oder enzymatische Selbstmodifikation (Snap-Tag),
• Erhöhung der Löslichkeit bei Einschlusskörperchen, mit größeren Tags (z. B. GST-Tag, MBP-Tag)
• Verbesserung der Proteinfaltung, bei Einschlusskörperchen oder aufgrund fehlverknüpfter Disulfidbrücken (z. B. Thioredoxin-Tag, poly(NANP)-Tag)
• induzierbare Fällungsreaktionen (z. B. ELP-Tag, 18A-Tag, ELK16-Tag)
• kovalente Quervernetzung mit Interaktionspartnern (z. B. Isopeptag, SpyTag)

• 18A-Tag (Sequenz: EWLKAFYEKVLEKLKEL)^[5]
• ACP-Tag
• Aldehyd-Tag^[6]
• ALFA-tag (Sequenz: SRLEEELRRRLTE)^[7]
• Avi-Tag (Sequenz: GLNDIFEAQKIEWHE)
• BCCP-Tag
• Calmodulin-Tag (CaM-Tag, Sequenz: KRRWKKNFIAVSAANRFKKISSSGAL)
• Chitin-bindendes Protein-Tag (CBP-Tag)
• E-Tag (Sequenz: GAPVPYPDPLEPR)
• ELK16-Tag (Sequenz: LELELKLKLELELKLK)^[5]
• ELP-Tag^[8]
• FLAG-Tag (Sequenz: DYKDDDDK)^[9]
• Flash-Tag (Sequenz: CCXXCC)^[10]
• poly-Glutamat-Tag (Sequenz: EEEEEE)
• Glutathion-S-Transferase-Tag (GST-Tag)^[11]
• Green-fluorescent-protein-Tag (GFP-Tag)
• Hämagglutinin-Tag (HA-Tag, Sequenz: YPYDVPDYA)^[12]
• poly-Histidin-Tag (His-Tag, Sequenz: HHHHHH)^[13]
• Isopeptag (Sequenz: TDKDMTITFTNKKDAE)^[14]
• Maltose-bindendes Protein-Tag (MBP-Tag)^[15]
• Myc-Tag (Sequenz: EQKLISEEDL)
• NE-Tag (Sequenz: TKENPRSNQEESYDDNES)^[16]
• Nus-Tag
• ProtA-Tag
• ProtC-Tag
• Rho1d4 tag, leitet sich von den c-terminalen 9 Aminosäuren des Rinder-Rhodopsins (TETSQVAPA) ab. Sehr spezifischer tag, welcher sich besonders für die Aufreinigung von Membranproteinen eignet.^[17]
• S-Tag (Sequenz: KETAAAKFERQHMDS)
• SBP-Tag (Sequenz: MDEKTTGWRGGHVVEGLAGELEQLRARLEHHPQGQREP)^[18]
• Snap-Tag
• SnoopTag (Sequenz: KLGDIEFIKVNK)^[19]
• SofTag 1 und 3 (Sequenzen: SLAELLNAGLGGS bzw. TQDPSRVG)
• SpyTag (Sequenz: AHIVMVDAYKPTK)^[20]
• Streptavidin-Tag (Strep-Tag, Sequenz: AWRHPQFGG)^[21]
• Strep-tag II (Sequenz: WSHPQFEK)
• T7 Epitope Tag (Sequenz: MASMTGGQQMG)
• Tandem-Affinity-Purification-Tag (TAP-Tag)
• TC-Tag (Sequenz: CCPGCC)
• Thioredoxin-Tag (TRX-Tag)
• Ty-Tag (Sequenz: EVHTNQDPLD)
• V5-Tag (Sequenz: GKPIPNPLLGLDST)
• VSV-Tag (Sequenz: YTDIEMNRLGK)
• Xpress-Tag (Sequenz: DLYDDDDK)

Das erste Protein-Tag wurde 1984 von S. Munro und H. R. Pelham veröffentlicht und bestand aus einem Teil des Neuropeptids Substanz P.^[22] Die nächsten Protein-Tags waren im Jahr 1986 das Myc-Tag^[23][24] und 1988 das MBP-Tag,^[15] das HA-Tag,^[12] das His-Tag^[13] und das FLAG-Tag.^[9]

• Reporter

1. ↑ G. Rigaut et al.: A generic protein purification method for protein complex characterization and proteome exploration. In: Nature Biotechnology. 17. Jahrgang, Nr. 10, 1999, S. 1030–1032, doi:10.1038/13732, PMID 10504710. 
2. ↑ S. Chong, F. B. Mersha, D. G. Comb, M. E. Scott, D. Landry, L. M. Vence, F. B. Perler, J. Benner, R. B. Kucera, C. A. Hirvonen, J. J. Pelletier, H. Paulus, M. Q. Xu: Single-column purification of free recombinant proteins using a self-cleavable affinity tag derived from a protein splicing element. In: Gene (1997), Band 192(2), S. 271–281. PMID 9224900.
3. ↑ S. Chong, G. E. Montello, A. Zhang, E. J. Cantor, W. Liao, M. Q. Xu, J. Benner: Utilizing the C-terminal cleavage activity of a protein splicing element to purify recombinant proteins in a single chromatographic step. In: Nucleic Acids Res. (1998), Band 26(22), S. 5109–15. PMID 9801307; PMC 147948 (freier Volltext).
4. ↑ D. W. Wood, W. Wu, G. Belfort, V. Derbyshire, M. Belfort: A genetic system yields self-cleaving inteins for bioseparations. In: Nat Biotechnol. (1999), Band 17(9), S. 889–892. PMID 10471931.
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6. ↑ I. S. Carrico, B. L. Carlson, Carolyn Bertozzi: Introducing genetically encoded aldehydes into proteins. In: Nature chemical biology. Band 3, Nummer 6, Juni 2007, S. 321–322, doi:10.1038/nchembio878. PMID 17450134.
7. ↑ Hansjörg Götzke, Markus Kilisch, Markel Martínez-Carranza, Shama Sograte-Idrissi, Abirami Rajavel: The ALFA-tag is a highly versatile tool for nanobody-based bioscience applications. In: Nature Communications. Band 10, Nr. 1, 27. September 2019, ISSN 2041-1723, S. 1–12, doi:10.1038/s41467-019-12301-7, PMID 31562305, PMC 6764986 (freier Volltext) – (nature.com [abgerufen am 6. Mai 2020]). 
8. ↑ B. A. Fong, D. W. Wood: Expression and purification of ELP-intein-tagged target proteins in high cell density E. coli fermentation. In: Microb Cell Fact. (2010), Band 9, S. 77. PMID 20959011; PMC 2978133 (freier Volltext).
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24. ↑ Ashley Waldron: Of Myc and Men. In: blog.addgene.org. 19. Januar 2023, abgerufen am 25. Januar 2023 (englisch). 

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